Cet article sélectionne 7 études originales publiées entre 2012 et 2024, couvrant les travaux d’équipes chinoises, américaines et mexicaines ainsi que des collaborations internationales, afin d’en proposer une synthèse narrative. Le contenu se concentre principalement sur les matériaux et les données issues de cultures in vitro ; bien que certains articles traitent également de recherches animales, cet article ne présente pas les expériences sur des cellules humaines comme des données d’efficacité clinique.
01Substrats de culture cellulaire et échafaudages tridimensionnels : définir d’abord ce que l’on souhaite observer
Pour développer des matériaux de culture cellulaire, il faut d’abord préciser la question expérimentale : souhaite-t-on améliorer l’adhésion initiale, observer l’orientation et la migration, ou permettre aux cellules d’intégrer une structure d’épaisseur donnée et d’y déposer une matrice ? Ces objectifs correspondent à des exigences différentes en matière de porosité, de support et de surface. Les résultats obtenus en culture plane classique doivent être évalués séparément de la répartition cellulaire au sein d’un échafaudage tridimensionnel ; le simple fait qu’un échafaudage présente une épaisseur ne suffit pas à affirmer qu’il permet une culture tridimensionnelle.3,4,5,6
| Exigences de culture | Structures fibreuses pouvant être envisagées | Points d’observation principaux |
|---|---|---|
| Culture plane et sélection des matériaux | Membranes à fibres aléatoires, membranes à surface modifiée | Adhésion, viabilité, étalement et phénotype cible des cellules 1,2 |
| Cellules orientées et organisation de la matrice | Fibres alignées, structures composites contenant des composants amovibles | Orientation, mouillage et distribution de la matrice 5 |
| Culture cellulaire tridimensionnelle | Fibres multi-échelles, réseaux imprimés directement, échafaudages gonflés | Distribution cellulaire interne, connectivité des pores et maintien de la forme 3,4,6 |
L’expression « échafaudage tissulaire universel » désigne ici une plateforme matérielle adaptable à différentes cellules et à différents objectifs expérimentaux, et non une formule unique appropriée à tous les tissus. Les chercheurs doivent néanmoins préciser la source cellulaire, les conditions de culture, la durée de culture ainsi que les fonctions qu’ils souhaitent préserver ou induire.1,2,3,4,5,6,7
02Du matériau à la structure poreuse : quelles variables peuvent être ajustées par électrofilage ?
L’électrofilage permet de fabriquer des fibres à partir de polymères synthétiques et de composants tels que des protéines ; il est également possible de préparer d’abord une structure puis d’y fixer des substances en surface ou d’effectuer un traitement ultérieur. Le mélange ne modifie pas seulement la composition, mais peut aussi modifier simultanément l’état de la solution, la taille des fibres et la mouillabilité ; par conséquent, lors de la comparaison de deux formulations, les variations structurelles doivent être analysées conjointement avec les résultats cellulaires.1,2,3,7
Sur le plan structurel, on peut examiner le diamètre des fibres, leur arrangement aléatoire ou ordonné, la coexistence de fibres de différentes échelles ainsi que l’empilement de couches de réseaux. Des fibres plus fines favorisent la formation d’une interface de contact riche, mais un compactage excessif peut empêcher les cellules de pénétrer à l’intérieur. La conception de l’échafaudage doit trouver, pour le projet considéré, un compromis entre surface de contact, porosité, soutien et comportement cellulaire.3,4,5
03Interface d’adhésion cellulaire : mélange de protéines et modification postérieure du collagène
Mélange de kératine de laine et de PCL
En 2018, Wu et d’autres ont extrait de la kératine régénérée à partir de laine, l’ont mélangée à du PCL pour électrofilage, puis ont comparé la mouillabilité, la dégradation et les performances de culture cellulaire selon différents rapports. Après 7 jours de culture de fibroblastes de souris, les systèmes contenant de la kératine ont montré une amélioration de l’adhésion et de l’activité cellulaires. Cela indique qu’une protéine naturelle peut servir de composant pour ajuster l’interface de contact d’un polymère synthétique, sans avoir à assumer seule les fonctions de formation de fibres et de soutien.1
Les résultats de cette étude proviennent d’une méthode spécifique de traitement de la kératine, d’un système de PCL et d’un modèle cellulaire donnés. Après changement de la source de matière première ou du procédé d’extraction, les performances de formation de fibres et de réponse cellulaire de la formulation doivent être réévaluées ; le qualificatif « d’origine naturelle » ne peut être assimilé à une bonne biocompatibilité dans toutes les conditions d’utilisation.1
Préparer d’abord la structure en PVA, puis y fixer le collagène
Dans l’étude menée en 2023 par l’équipe mexicaine de Pérez-Nava et al., une autre approche a été choisie : des nanofibres d’alcool polyvinylique (PVA) ont d’abord été préparées, puis du collagène a été fixé en surface par réaction ultérieure. L’étude a combiné des caractérisations chimiques, des essais mécaniques à l’état sec et humide ainsi que la culture de cellules HEK-293, observant une amélioration de la biocompatibilité après fonctionnalisation de surface. Cela montre qu’un composant biologique n’est pas obligé de passer par le même solvant d’électrofilage et le même processus de formation de fibres ; il peut également être introduit après la formation de la structure.2
Pour le développement de l’échantillon, cela signifie que les variables « comment stabiliser la formation de la membrane » et « quelle surface est rencontrée par les cellules » peuvent être traitées séparément et comparées indépendamment. Lors de la modification postérieure, il convient également de suivre le degré de liaison ainsi que le maintien après lavage et à l’état humide, afin d’éviter de conclure à la formation d’une couche fonctionnelle stable simplement parce que du collagène a été ajouté dans la solution.2
04Permettre aux cellules d’accéder à l’intérieur : fibres multi-échelles, écriture directe et composants amovibles
Les fibres micrométriques assurent l’espace, les nanofibres assurent le contact
Li et al., en 2016, ont utilisé l’électrofilage sans aiguille à disque pour comparer la structure nanométrique du PCL/ gélatine avec des structures multi-échelles micro- et nanostructurées. Les échafaudages multi-échelles présentaient des pores plus grands, et les cultures de fibroblastes de souris et de cellules stromales de moelle osseuse de rat ont montré une meilleure prolifération et pénétration interne. Cette étude distingue « l’uniformité des fibres » de « l’adéquation de la structure de culture » : tous les usages ne visent pas des fibres absolument identiques.3
Organisation de la position des pores par écriture directe en champ proche
He et al., en 2018, ont utilisé l’écriture directe par électrofilage en champ proche pour disposer des grilles et les superposer couche par couche, afin de construire un échafaudage de PCL/ hydroxyapatite, dont le diamètre moyen des pores rapporté était d’environ 167 micromètres. Les préostéoblastes de souris MC3T3-E1 ont pu s’adhérer, proliférer et présenter des modifications liées à la différenciation au sein de la structure tridimensionnelle. Cela fournit une méthode pour des échafaudages de culture nécessitant une disposition des pores décrite, mais ce diamètre de pore ne constitue pas une norme universelle pour toutes les cellules.4
Élimination de certaines fibres pour laisser des voies d’accès à l’intérieur
Baker et al., en 2012, ont collecté conjointement des fibres de PCL à dégradation lente et des fibres solubles de polyoxyde d’éthylène (PEO), puis ont éliminé le PEO. La culture de cellules dérivées du ménisque humain a montré que l’augmentation de la fraction éliminable améliorait la distribution interne des cellules et de la matrice, tandis que les fibres alignées conservées continuaient à fournir des repères d’orientation. L’étude a également noté que la traction cellulaire pouvait déformer les structures plus lâches ; une fixation des bords a donc été adoptée pour les cultures à long terme. Les résultats in vitro obtenus avec des cellules humaines ne reflètent pas les effets d’implantation chez le patient.5
05Forme tridimensionnelle et stabilité à l’état humide : intégrer réellement l’échantillon au processus de culture
Gao et al., en 2018, ont placé une membrane électrofilée dans un moule imprimé en 3D et, grâce à un processus de moussage, ont obtenu un échafaudage stratifié et gonflé présentant une forme prédéfinie, avant d’évaluer sa cytocompatibilité in vitro. L’étude a également utilisé la bioimpression pour organiser la position initiale des cellules et observer leur migration depuis l’hydrogel vers l’échafaudage. Cette approche démontre la combinaison de l’électrofilage, des moules et des méthodes de disposition cellulaire, adaptée à des conceptions de culture exigeant à la fois une forme et une distribution spatiales spécifiques.6
Gu et al., en 2024, se sont concentrés sur un problème plus pratique : la contraction d’un échafaudage de fibres de PLGA après son introduction dans l’environnement de culture. Ils ont incorporé du PCL et de la séroïne dans le PLGA, en examinant respectivement la stabilité dimensionnelle, la mouillabilité, la dégradation in vitro et la prolifération cellulaire. Les résultats ont confirmé que l’ajout de composants composites améliorait la stabilité dimensionnelle à l’état humide et la réponse cellulaire, indiquant que la conservation de la forme de l’échantillon fait elle-même partie du développement de la plateforme de culture.7
Ces deux études répondent à des besoins différents : la première construit activement une géométrie tridimensionnelle, tandis que la seconde réduit les déformations non souhaitées pendant l’utilisation. Lors du choix pratique, il convient d’abord de déterminer si une déformation libre, une fixation dans un cadre de culture ou une association avec d’autres structures squelettiques est nécessaire, avant d’aborder les méthodes de collecte et de post-traitement.6,7
06Que signifie concrètement « efficace » dans les expériences cellulaires ?
La coloration de viabilité, les tests métaboliques, le dénombrement cellulaire, la profondeur de pénétration et les marqueurs fonctionnels ne répondent pas à la même question. Une augmentation du nombre de cellules peut être avantageuse pour les études d’amplification, mais si l’objectif est de maintenir un phénotype spécifique, il convient également de recourir à des analyses morphologiques, d’expression ou fonctionnelles. Lors de comparaisons entre publications, il faut également examiner la source cellulaire, la densité d’ensemencement, la durée de culture et les témoins, plutôt que de classer les matériaux uniquement selon un pourcentage de prolifération.1,2,3,4,5,6,7
Les lignées cellulaires humaines ou les cellules dérivées de tissus humains peuvent toujours être utilisées pour des études in vitro, sans que cela ne constitue un essai clinique sur l’homme. Les matériaux et les résultats de culture cités dans ce document servent principalement à identifier les structures et les variables expérimentales pouvant être étudiées ; ils ne prouvent pas directement la formation de tissus implantables, et encore moins la restauration isolée de fonctions organiques.2,5,6
07D’une membrane expérimentale à des échantillons de culture comparables
Lors de la communication des besoins de préparation, il est possible de commencer par indiquer le type cellulaire, l’objectif de culture et la forme de l’échantillon : disque destiné à un puits de culture, membrane alignée fixée sur un cadre, échafaudage en grille ou structure tridimensionnelle d’épaisseur définie. Il faut ensuite préciser l’orientation des fibres, l’épaisseur ou la densité surfacique, les pores effectifs, le point de prélèvement et les dimensions à l’état humide, afin que la configuration de l’équipement réponde à des objectifs mesurables.
Les membranes aléatoires visent généralement un apport liquide stable et une collecte uniforme ; les arrangements ordonnés exigent une attention particulière aux méthodes de collecte et à la cohérence directionnelle ; l’écriture directe en champ proche nécessite de contrôler la trajectoire et l’empilement inter-couches ; les structures fonctionnalisées en surface ou moussées doivent également intégrer le post-traitement dans l’enregistrement des lots. Les groupes témoins ne doivent modifier que la variable clé étudiée, afin d’éviter de changer simultanément la formulation, l’épaisseur de la membrane et les conditions de culture, ce qui rendrait les résultats inexploitables.
Avant les expériences cellulaires formelles, il convient de vérifier si les étapes de nettoyage, d’élimination des résidus, de stérilisation ou de désinfection, de pré-mouillage et de fixation modifient le matériau. La préparation de surfaces plus grandes peut faciliter le découpage en série, mais il faut néanmoins comparer la structure des fibres et la réponse cellulaire entre différents emplacements et différents lots. La reproductibilité du procédé de l’équipement et celle des expériences biologiques doivent être reliées par un enregistrement commun des échantillons.2,3,4,5,6,7
08Problèmes courants dans le développement de membranes fibreuses pour la culture cellulaire
Des fibres plus fines garantissent-elles nécessairement de meilleurs résultats de culture cellulaire ?
Pas nécessairement. Les fibres fines peuvent fournir des interfaces de contact, mais des structures plus denses peuvent entraver la pénétration cellulaire interne. Les études sur les fibres multi-échelles et les grilles écrites en champ proche suggèrent que la structure doit être choisie en fonction de l’objectif, qu’il s’agisse d’une culture en surface ou tridimensionnelle.3,4,5
Faut-il impérativement ajouter du collagène ou d’autres protéines directement à la solution d’électrofilage ?
Pas nécessairement. La co-mélange et la modification de surface post-électrofilage constituent deux approches distinctes. Il convient de comparer, en fonction des conditions de traitement des protéines, de leur capacité à former des fibres, de leur présentation en surface et de leur stabilité à l’état humide, quelle approche convient le mieux à l’expérience prévue.1,2
Peut-on qualifier directement une membrane électrofilée ordinaire d’échafaudage de culture tridimensionnel ?
Il faut observer si les cellules pénètrent dans l’épaisseur et si une distribution reproductible ainsi que les comportements ciblés se développent à l’intérieur. Le simple fait qu’un échafaudage soit épais ou que des pores apparaissent sur une micrographie ne répond pas à ces questions de manière autonome.3,4,5,6
Références
Ci-dessous figurent les études originales utilisées dans cette revue, synthétisées indépendamment par TONGLI. L’interprétation de la littérature n’implique aucune relation d’achat d’équipement ou de coopération entre les auteurs des articles, les institutions de recherche et TONGLI ; le champ de lecture précis est indiqué dans les notes relatives à chaque référence.
Les références bibliographiques conservent la langue de publication d’origine pour faciliter leur vérification.
Wu P, Dai X, Chen K, Li R, Xing Y. Fabrication of regenerated wool keratin/polycaprolactone nanofiber membranes for cell culture. International Journal of Biological Macromolecules. 2018;114:1168–1173.
DOI：10.1016/j.ijbiomac.2018.03.157 ↗Champ de lecture : texte intégral original local, avec vérification du résumé et de la bibliographie de PubMed
Pérez-Nava A, Espino-Saldaña AE, Pereida-Jaramillo E, et al. Surface collagen functionalization of electrospun poly(vinyl alcohol) scaffold for tissue engineering. Process Biochemistry. 2023;126:1–14.
DOI：10.1016/j.procbio.2022.12.022 ↗Champ de lecture : texte intégral original local, avec vérification des publications de l’institution de l’auteur
Li D, Chen W, Sun B, et al. A comparison of nanoscale and multiscale PCL/gelatin scaffolds prepared by disc-electrospinning. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 2016;146:632–641.
DOI：10.1016/j.colsurfb.2016.07.009 ↗Champ de lecture : texte intégral original local, avec vérification du résumé et de la bibliographie de PubMed
He FL, Li DW, He J, et al. A novel layer-structured scaffold with large pore sizes suitable for 3D cell culture prepared by near-field electrospinning. Materials Science and Engineering C. 2018;86:18–27.
DOI：10.1016/j.msec.2017.12.016 ↗Champ de lecture : texte intégral original local, avec vérification du résumé et de la bibliographie de PubMed
Baker BM, Shah RP, Silverstein AM, et al. Sacrificial nanofibrous composites provide instruction without impediment and enable functional tissue formation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 2012;109:14176–14181.
DOI：10.1073/pnas.1206962109 ↗Champ de lecture : résumé et section des résultats de l’article original de PMC ; partie de ce document citant la culture in vitro de cellules dérivées du ménisque humain
Gao Q, Gu H, Zhao P, et al. Fabrication of electrospun nanofibrous scaffolds with 3D controllable geometric shapes. Materials & Design. 2018;157:159–169.
DOI：10.1016/j.matdes.2018.07.042 ↗Champ de lecture : texte intégral original local, avec vérification du résumé et de la bibliographie de la revue
Gu P, Mao Y, Lu W, Chen W. Silk fibroin incorporated electrospun aliphatic polyester nanofiber scaffolds with excellent dimensional stability and cytocompatibility. European Polymer Journal. 2024;211:113039.
DOI：10.1016/j.eurpolymj.2024.113039 ↗Champ de lecture : texte intégral original local, avec vérification du résumé original et des conclusions de la revue
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