Cet article sélectionne 6 études originales publiées entre 2011 et 2024, portant sur des équipes américaines, britanniques et chinoises ainsi que sur des recherches menées en coopération entre la Chine et l’Inde, afin d’en proposer une synthèse narrative. Les études retenues couvrent les phases consacrées aux matériaux, aux expériences in vitro et à la recherche animale, à l’exclusion des essais cliniques évaluant l’efficacité chez l’homme. Les résultats appartiennent à leurs auteurs respectifs.
01Quels problèmes doivent être résolus respectivement par les échafaudages de réparation osseuse et les membranes de barrière buccale ?
La tâche fondamentale de conception d’une membrane de régénération osseuse guidée (GBR) consiste à préserver un espace de régénération pour la zone cible et à empêcher l’infiltration des tissus mous indésirables. Un échafaudage destiné à combler un défaut osseux, en revanche, peut nécessiter la pénétration de cellules et de vaisseaux sanguins à son intérieur. Lors du développement, il ne faut pas confondre « soutenir la croissance cellulaire » et « empêcher le passage des cellules » : il convient d’abord de déterminer où placer la couche électrofilée et avec quel tissu elle sera en contact.1,2
| Axes d'application | Fonctions pouvant être assurées par des structures électrofilées | Évaluations correspondantes requises |
|---|---|---|
| Membrane barrière orale GBR | Couverture, stratification interfaciale et isolement des tissus mous | Intégrité à l’état humide, maintien de l’espace et comportement cellulaire transmembranaire 1,2 |
| Échafaudage fibreux pour l’ingénierie tissulaire osseuse | Adhésion cellulaire, composites minéraux et construction de la porosité | Pénétration cellulaire, indicateurs liés à l’ostéogenèse et formation d’un nouvel os 3,5 |
| Membrane de réparation osseuse à administration locale | Chargement et libération des différents composants | Processus de libération, réponse cellulaire et réparation du défaut 4,6 |
L’environnement buccal soulève également des problèmes spécifiques tels que l’exposition, le contact avec les micro-organismes et les modalités de fixation. Le fait qu’un matériau favorise la prolifération des ostéoblastes in vitro ne signifie pas qu’il a été prouvé adapté à une fonction de barrière parodontale ; les résultats obtenus sur des défauts crâniens ou fémoraux animaux doivent également être interprétés séparément de ceux attendus dans la zone buccale réelle.1,2,3,4,5,6
02Quelles combinaisons de matériaux et de structures l’électrofilage peut-il offrir ?
Le polycaprolactone (PCL), l’acide polylactique (PLA ou PLLA), le PLGA et l’acide polyglycolique (PGA) peuvent constituer différents systèmes fibreux ; la gélatine, la séricine et les matériaux à base de phosphate de calcium sont utilisés pour ajuster l’interface de contact cellulaire, le comportement à l’état humide ou la composition minérale. L’intérêt de choisir ces composants réside dans la combinaison de la transformabilité avec le comportement biologique visé, et non dans la détermination de l’utilisation finale à partir du seul nom du matériau.1,2,3,4,5,6
L’électrofilage par mélange convient à la comparaison de formulations composites monocouches ; le dépôt séquentiel permet de préparer des membranes stratifiées présentant des surfaces différentes ; l’électrofilage coaxial répartit les fonctions de soutien, de dégradation ou d’administration entre le cœur et la gaine. Les membranes électrofilées peuvent également être associées à des structures imprimées en 3D, la structure plus grossière assurant le soutien spatial tandis que la couche fibreuse régule l’interface locale.1,2,5,6
03Membrane de barrière buccale : passer d’une surface uniforme à une conception stratifiée
Séparer et organiser respectivement les côtés osseux et des tissus mous
En 2011, Bottino, Thomas et Janowski ont décrit des membranes à gradient fonctionnel préparées par électrofilage séquentiel : la partie centrale est constituée d’une couche composite de PLCL et de protéines/polymères, tandis que les deux faces intègrent respectivement de l’hydroxyapatite nanométrique et du métronidazole. L’étude examine principalement la morphologie, la structure et les propriétés mécaniques de chaque couche, démontrant la faisabilité d’une conception distincte des surfaces de contact osseuse et épithéliale. Elle fournit des éléments de recherche sur la structure des matériaux, mais ne permet pas d’affirmer directement que les tissus parodontaux ont été régénérés.1
Faire coopérer la membrane fibreuse et un support tridimensionnel
Liu et al. ont combiné, en 2021, des membranes de gélatine électrofilées modifiées à l’héparine, désignées par PCL/, avec des échafaudages imprimés en gélatine/nano-hydroxyapatite, désignés par PCL/. L’évaluation cellulaire a été menée séparément sur la membrane supérieure et sur la structure poreuse inférieure, tandis que l’ossification a été observée lors d’expériences animales. Cela montre que la couche électrofilée n’a pas besoin d’assumer seule l’intégralité de la charge mécanique et peut également constituer une partie d’un échafaudage composite.2
Bien que cette étude se soit fondée sur la conception de GBR, la validation par implantation a été réalisée sur un défaut du fémur distal de lapin, et non sur un défaut de l’os alvéolaire de patients. L’observation de néo-os après 20 semaines soutient l’exploration de ce système composite pour la réparation osseuse, mais ne peut être transformée en une affirmation sur son efficacité clinique en milieu oral. Pour le développement industriel, l’étape suivante consiste à transposer cette structure à la région visée et à réévaluer sa fixation, sa capacité à maintenir l’espace et sa réaction tissulaire.2
04Fibres composites minérales : l’enjeu ne se limite pas à la quantité de particules inorganiques ajoutées
En 2024, Meng et d’autres ont introduit du phosphate de calcium amorphe (ACP) dans des fibres de PLLA, puis ont construit une structure poreuse hiérarchisée par traitement ultérieur, exposant ainsi à la surface des fibres certaines particules enfouies dans le polymère. L’étude a également examiné la mouillabilité, les propriétés mécaniques et la réponse cellulaire, observant une amélioration de l’adhésion et de la prolifération lors de la culture de cellules ostéoblastiques humaines pendant 7 jours.3
Ce travail rappelle que, même lorsqu’un matériau contient du phosphate de calcium, le fait que les particules soient enfouies à l’intérieur des fibres ou exposées à la surface de contact cellulaire peut entraîner des comportements interfaciaux différents. Par conséquent, lors de la comparaison de formulations composites, il convient de documenter conjointement l’état de dispersion, l’exposition de surface et la structure poreuse. Cet article porte sur des matériaux et des études in vitro, et ne permet pas de conclure que la réparation d’un défaut osseux a été réalisée.3
Il montre également qu’un traitement ultérieur peut constituer une variable de développement : l’électrofilage définit le squelette initial, tandis que le traitement ultérieur modifie davantage la surface et la structure poreuse. Toutefois, des méthodes d’échantillonnage et d’évaluation identiques doivent être utilisées avant et après le traitement, et il faut vérifier que la structure, les propriétés à l’état humide et les résidus sont conformes à l’usage prévu, au lieu de se contenter de comparer une seule micrographie post-traitement.3
05Administration locale et fibres cœur-coquille : comment répartir les fonctions autour du processus de réparation osseuse
Différentes fibres assument des fonctions de libération distinctes
En 2023, Al-Baadani et d’autres ont combiné, par électrofilage conjoint, des fibres de gélatine contenant des substances de P avec des fibres de PCL contenant de la simvastatine. L’étude a relié différents processus de libération au recrutement cellulaire, aux réactions liées à la vascularisation et à l’ostéogenèse, et a évalué in vitro la migration, le réseau endothélial et les indicateurs ostéogéniques, tout en observant la formation osseuse dans un défaut crânien de rat. Il s’agit d’un exemple de « répartition des fonctions entre deux types de fibres au sein d’une même membrane », et non d’une recommandation clinique concernant une formulation médicamenteuse.4
Utiliser les différences cœur-coquille pour réguler le support à l’état humide et la dégradation
En 2024, Zhang et d’autres ont préparé un échafaudage fibreux coaxial doté d’un cœur en PGA et d’une gaine en séricine. L’étude s’est concentrée sur la ténacité à l’état humide, la dégradation progressive et la réponse ostéogénique, et a validé la formation de néo-os dans un défaut crânien de rat. Ici, l’intérêt de la structure cœur-gaine ne se limite pas au transport de médicaments : elle peut également servir à coordonner le maintien structurel et la dégradation de deux matériaux dans les fluides corporels.5
Observer simultanément les réactions liées à l’ostéogenèse et à l’ostéoclastose
En 2024, Anjum et d’autres ont chargé le cœur de PCL avec de l’alendronate sodique, introduit de l’hydroxyapatite dans la gaine de PLGA et effectué une modification de surface au polydopamine. L’étude a examiné in vitro les comportements liés à la fois à l’ostéogenèse et à la résorption osseuse, puis a observé les résultats dans un défaut crânien de rat jusqu’à 12 semaines. Elle élargit l’évaluation au-delà d’un unique indicateur ostéogénique pour intégrer la coordination entre formation et résorption osseuses, mais reste une étude animale portant sur un système spécifique.6
06Comment distinguer les résultats à différents niveaux dans la littérature sur la réparation osseuse
L’adhésion et la prolifération cellulaires répondent à la question de savoir si les cellules peuvent survivre et se développer sur le matériau ; la phosphatase alcaline, l’expression des gènes ostéoblastiques et la coloration de minéralisation fournissent des informations complémentaires sur la différenciation ; la micro-CT animale et l’histologie servent à observer la formation de nouvel os dans le défaut. Les preuves du niveau antérieur ont de la valeur, mais ne peuvent remplacer directement celles du niveau suivant, ni prouver à elles seules l’ostéointégration clinique ou la capacité de charge à long terme.2,3,4,5,6
Il faut également vérifier si les contrôles et les finalités sont cohérents. Un échafaudage osseux poreux qui attire les cellules n’est pas nécessairement adapté pour servir directement de barrière buccale empêchant l’infiltration des tissus mous. Les modèles crânien, fémoral et alvéolaire ne sont pas non plus entièrement identiques. Les articles sélectionnés dans cette revue ne présentent pas d’essais cliniques sur l’homme ; ils sont donc davantage destinés à aider à définir les schémas de matériaux et les protocoles de validation, et ne constituent pas un jugement clinique sur l’ensemble des matériaux de réparation osseuse par électrofilage.1,2,3,4,5,6
07De la littérature à des échantillons reproductibles de membranes de réparation osseuse
Lors de la préparation des échantillons, on peut d’abord décrire leur morphologie : membrane barrière plane, fine couche pouvant être enrobée, ou échafaudage composite tridimensionnel nécessitant une certaine épaisseur. Il faut ensuite préciser le système de matériaux, les dimensions utiles, l’épaisseur ou la densité surfacique, la structure poreuse et les exigences relatives à la manipulation à l’état humide. Ainsi, les configurations d’alimentation en solution, de buse, de collecte et de post-traitement disposent d’un objectif d’échantillon clairement défini.
Pour les fibres contenant des particules minérales, il convient de surveiller la dispersion, la sédimentation et les variations de composition après une alimentation prolongée ; pour les systèmes cœur-coquille ou bicouches, il faut enregistrer les flux d’alimentation respectifs, l’ordre de dépôt et la liaison interfaciale. Après augmentation de la surface, des positions d’échantillonnage comparables doivent être prévues au centre et sur les bords de la membrane, ainsi qu’entre les parties initiale et finale de la fabrication. La stabilité du procédé doit être étayée par l’analyse des échantillons et ne peut être déduite uniquement du fait que « des fibres peuvent être produites en continu ».
La validation du produit doit également prendre en compte, selon l’usage prévu, les solvants résiduels, la structure après stérilisation, la biocompatibilité, la dégradation, ainsi que les performances nécessaires de fixation et de maintien de l’espace. L’équipement assure la fabrication et le contrôle du procédé, mais l’adéquation du matériau dépend des analyses et des études correspondantes.1,2,5
08Problèmes courants dans le développement des membranes de réparation osseuse et de barrière buccale
Peut-on utiliser directement une membrane fibreuse ordinaire de type PCL pour fabriquer une membrane GBR ?
PCL peut servir de point de départ à la recherche, mais il faut ensuite valider la fonction barrière de la membrane, sa structure à l’état humide et sa capacité à maintenir l’espace. Après ajout de gélatine, de minéraux ou de médicaments, les performances globales doivent également être réévaluées ; l’adéquation ne peut être jugée sur le seul nom du matériau.1,2,4
L’ajout d’hydroxyapatite suffit-il à prouver l’ostéogenèse ?
Non. La présence de particules, les réponses cellulaires liées à l’ostéogenèse et la formation de nouvel os chez l’animal constituent des niveaux de preuve distincts. Il faut indiquer simultanément à quel niveau se trouvent les particules, comment elles entrent en contact avec les cellules et quel type d’évaluation a réellement été réalisé.1,3,6
La configuration de l’équipement doit d’abord déterminer s’il s’agit d’un système coaxial ou à buses multiples
Il faut d’abord décrire la structure souhaitée. Si une segmentation interne au sein d’une même fibre est nécessaire, on peut envisager l’électrofilage coaxial ; si deux types de fibres doivent coexister ou si différentes couches ont des fonctions distinctes, il convient d’étudier l’alimentation multiplexe, la codéposition ou la déposition séquentielle. La configuration finale doit être déterminée en fonction du système de solutions et de la validation de l’échantillon.1,4,5,6
Références
Ci-dessous figurent les études originales utilisées dans cette revue, synthétisées indépendamment par TONGLI. L’interprétation de la littérature n’implique aucune relation d’achat d’équipement ou de coopération entre les auteurs des articles, les institutions de recherche et TONGLI ; le champ de lecture précis est indiqué dans les notes relatives à chaque référence.
Les références bibliographiques conservent la langue de publication d’origine pour faciliter leur vérification.
Bottino MC, Thomas V, Janowski GM. A novel spatially designed and functionally graded electrospun membrane for periodontal regeneration. Acta Biomaterialia. 2011;7:216–224.
DOI：10.1016/j.actbio.2010.08.019 ↗Champ de lecture : résumés originaux et informations bibliographiques des revues ; aucun effet animal ou humain n’est déduit sur cette base
Liu J, Zou Q, Wang C, et al. Electrospinning and 3D printed hybrid bi-layer scaffold for guided bone regeneration. Materials & Design. 2021;210:110047.
DOI：10.1016/j.matdes.2021.110047 ↗Champ de lecture : texte intégral original local ; examen approfondi des modèles animaux et des résultats de la section 2.6
Meng C, Liu X, Li J. Hierarchical porous PLLA/ACP fibrous membrane towards bone tissue scaffold. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 2024;152:106455.
DOI：10.1016/j.jmbbm.2024.106455 ↗Champ de lecture : texte intégral original local, avec vérification des publications des auteurs et de leurs institutions
Al-Baadani MA, Xu L, Cai K, et al. Preparation of co-electrospinning membrane loaded with simvastatin and substance P to accelerate bone regeneration by promoting cell homing, angiogenesis and osteogenesis. Materials Today Bio. 2023;21:100692.
DOI：10.1016/j.mtbio.2023.100692 ↗Champ de lecture : texte intégral original local et texte intégral de PMC
Zhang Y, Jian Y, Jiang X, et al. Stepwise degradable PGA-SF core-shell electrospinning scaffold with superior tenacity in wetting regime for promoting bone regeneration. Materials Today Bio. 2024;26:101023.
DOI：10.1016/j.mtbio.2024.101023 ↗Champ de lecture : texte intégral original local, avec vérification des informations bibliographiques de PubMed
Anjum S, Wang Y, Xin Y, et al. Bioinspired core-shell nanofiber drug-delivery system modulates osteogenic and osteoclast activity for bone tissue regeneration. Materials Today Bio. 2024;26:101088.
DOI：10.1016/j.mtbio.2024.101088 ↗Champ de lecture : texte intégral original local et texte intégral de PMC
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